Biochemie

Masterstudiengang Biochemie (Studienordnung 2012)

0390a_MA120

Zuletzt geändert am 15. Dezember 2023

Orientierungseinheit für den Masterstudiengang Biochemie

Achtung! Die Termine für die Orientierungseinheit im SS 2024 werden auf folgender Website veröffentlicht, die laufend aktualisiert wird: https://www.bcp.fu-berlin.de/en/chemie/biochemie/student-representatives/Infos-fuer-Studienanfaenger/Master-Biochemistry/index.html

Achtung! Falls Sie drei Werktage vor der OE noch keine Einladungsmail erhalten haben, schreiben Sie dies bitte in einer Mail an studbiochem@zedat.fu-berlin.de. Nutzen Sie dafür bitte Ihre ZEDAT Adresse, sofern Sie diesen Account schon haben. Ansonsten reicht auch eine Mail von Ihrem privaten Account.

Speziell für die Studienanfänger des Masterstudiengangs Biochemie wird in der Woche vor Beginn der Vorlesungszeit eine spezielle Informationsveranstaltung durchgeführt.
Zusätzliche Informationen sind auf der Website der Fachschaftsinitiative (FSI) Biochemie zu finden: http://www.bcp.fu-berlin.de/en/chemie/biochemie/student-representatives/Infos-fuer-Studienanfaenger/Master-Biochemistry

Im Campus Management können Studierende des Masterstudienganges Biochemie sich nur für "Einführung in die fortgeschrittene Biochemie" anmelden. Für alle anderen Lehrveranstaltungen meldet das Studienbüro nach der "Tombola" an.
Wie die Platzvergabe ("Tombola") und das Anmeldeverfahren ablaufen werden, wird Ihnen auf der Info-Veranstaltung erläutert.

Zuletzt geändert am 15. Dezember 2023

! Änderung zur Vergabe der Praktikumsplätze ("Tombola")

Die Tombola wird dieses Semester vollständig digital über ein Online-Verteilungssystem der FU stattfinden. Eine Anleitung kann bereits jetzt auf der Liste der angebotenen Methodenmodule unter diesem Link gefunden werden:
https://www.bcp.fu-berlin.de/en/chemie/biochemie/master/Information-for-enrolled-students/index.html
Die Deadline für das Eintragen der Präferenzen ist am Mittwoch, 10.04. um 22:00.

Achtung! Sie sollten bis Freitag, 5. April eine E-Mail zur Teilnahme erhalten haben. Falls nicht, schreiben Sie dies bitte in einer Mail an studbiochem@zedat.fu-berlin.de. Nutzen Sie dafür bitte Ihre ZEDAT Adresse, sofern Sie diesen Account schon haben. Ansonsten reicht auch eine Mail von Ihrem privaten Account. Wir stehen Ihnen unter dieser Adresse auch für Fragen zum Ablauf zur Verfügung.

Grundmodul: Einführung in die fortgeschrittene Biochemie (10 LP)
0390aA1.1
- 216101a Vorlesung
  Fortgeschrittene Biochemie - Teil 1 : Nukleinsäuren und Proteine (Sutapa Chakrabarti, Christian Freund, Florian Heyd, Alexander Meissner, Markus Wahl, Lydia Herzel, Jana Sticht)
  Zeit: Lecture: Friday, 15:00 - 16:30 h Seminar: Friday, 16:30 - 17:00 h (Erster Termin: 19.04.2024)
  Ort: Hs Kristallographie Takustraße 6
  
  Hinweise für Studierende
  
  Weitere Informationen über Blackboard.
  
  Kommentar
  
  Qualifikationsziele: Die Studentinnen und Studenten besitzen ein aktuelles und strukturiertes Fachwissen in den Forschungsfeldern der Strukturbiochemie, der Molekularbiologie und der molekularen Biomedizin. Sie können Forschungsrichtungen einschätzen und ihre zukünftige Spezialisierungsrichtung bestimmen.
  
  Inhalte: Aktuelle Entwicklungen der Forschungsfelder Strukturbiochemie, molekulare Zellbiologie und molekulare Medizin.
  U.A.:
  - Co-transcriptional pre-mRNA processing
  - RNA degradation and quality control
  - Pre-mRNA splicing
  - RNA transport and localization
  - RNA remodeling by helicases
  - Small and long non-coding RNAs
  - Protein folding
  - Protein production in cell-free systems
  - Protein engineering
  - Dynamic aspects of protein structure
  - The role of protein folding in ageing and neuro-degenerative disease
  - Modeling of protein dynamics
  - Protein folding in vitro
  - --> Hydrogen/deuterium exchange
  - --> Fluorescence based methods
  - --> Folding at the ribosome
  - Protein folding and dynamics as described in silico and experimentally by NMR
  - Protein expression
  - Protein folding inside the cell
  - --> Chaperone-assisted folding
  - --> Folding in the ER
  - --> Protein misfolding disease
  Prof. Dr. S. Chakrabarti: chakraba@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. C. Freund: chfreund@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de
  Prof. Dr. M. Wahl: mwahl@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. A. Meissner: office-meissner@molgen.mpg.de
  Dr. J. Sticht: sticht@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. L. Herzel: lydia.herzel@fu-berlin.de
- 216101c Vorlesung
  Fortgeschrittene Biochemie - Teil 2 : Membranen und Signaltransduktion (Francesca Bottanelli, Helge Ewers, Petra Knaus, Alexander Meissner, Sigmar Stricker)
  Zeit: Lecture: Friday, 15:00 h - 16:30 h , Seminar: Friday, 16:30 h - 17:00 h (Erster Termin: 19.04.2024)
  Ort: HS Thielallee 63
  
  Kommentar
  
  Qualifikationsziele: Die Studentinnen und Studenten besitzen ein aktuelles und strukturiertes Fachwissen in den Forschungsfeldern der Membranen und Signaltransduktion. Sie können Forschungsrichtungen einschätzen und ihre zukünftige Spezialisierungsrichtung bestimmen.
  
  Inhalte:Aktuelle Entwicklungen der Forschungsfelder Membranen und Signaltransduktion.
  
  U.A.:
  - Kinase Receptor Signalling
  - Extracellular Matrix and Wnt signaling
  - Ion transport and Signaling
  - Signaling meets Metabolism
  - Systems Biology of Signaling
  - Cell migration, (cytoskeletal remodeling, biomechanical signaling)
  - Membrane protein synthesis, plasma membrane structure and Biophysics
  - Structure and biosynthesis of peripheral membrane proteins
  - Vesicular traffic and endocytosis
  - Molecular mechanisms of protein-mediated membrane curvature and membrane fission
  - Membrane fusion and exocytosis
  - Endomembrane system, ER structure, organelle identity, organelle contact sites
  Prof. Dr. F. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de
  Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de
  Prof. Dr. P. Knaus: knaus@chemie.fu-berlin.de
  Prof. Dr. A. Meissner: office-meissner@molgen.mpg.de
  Prof. Dr. S. Stricker: sigmar.stricker@fu-berlin.de
- 216101b Seminar
  Fortgeschrittene Biochemie - Teil 1 : Nukleinsäuren und Proteine (Sutapa Chakrabarti, Christian Freund, Florian Heyd, Alexander Meissner, Markus Wahl, Lydia Herzel, Jana Sticht)
  Zeit: Lecture: Friday, 15:00 h - 16:30 h , Seminar: Friday, 16:30 h - 17:00 h (Erster Termin: 19.04.2024)
  Ort: Hs Kristallographie Takustraße 6
  
  Hinweise für Studierende
  
  Mehr Informationen über Blackboard.
  
  Kommentar
  
  Seminar zu 216101a
  
  Prof. Dr. S. Chakrabarti: chakraba@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. C. Freund: chfreund@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de
  Prof. Dr. M. Wahl: mwahl@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. A. Meissner: office-meissner@molgen.mpg.de
  Dr. J. Sticht: sticht@zedat.fu-berlin.de
  Prof. Dr. L. Herzel: lydia.herzel@fu-berlin.de
- 216101d Seminar
  Fortgeschrittene Biochemie - Teil 2 : Membranen und Signaltransduktion (Francesca Bottanelli, Helge Ewers, Petra Knaus, Alexander Meissner, Sigmar Stricker)
  Zeit: Lecture: Friday, 15:00 h - 16:30 h , Seminar: Friday, 16:30 h - 17:00 h (Erster Termin: 19.04.2024)
  Ort: HS Thielallee 63
  
  Kommentar
  
  Seminar zu 21601c
  
  Prof. Dr. F. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de
  Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de
  Prof. Dr. P. Knaus: knaus@chemie.fu-berlin.de
  Prof. Dr. A. Meissner: office-meissner@molgen.mpg.de
  Prof. Dr. S. Stricker: sigmar.stricker@fu-berlin.de

Methodenmodul: Grundlagen der Strukturbiochemie (10 LP)
0390aB1.1
- 216201a Seminar
  Strukturaufklärung von Biomolekülen durch Röntgenkristallographie (Markus Wahl; Berhard Loll)
  Zeit: 27.05. - 07.06.24, Mon, Wed, Fri - 9:00 - 11:00 h + concluding seminar on 21.06.2024
  Ort: Takustr. 6, Raum 323 (AG Wahl)
  
  Hinweise für Studierende
  
  Teilmodul des Methodenkurses "Grundlagen der Strukturbiochemie" sowie separat belegbares theoretisches Teilmodul im Bereich Strukturbiochemie
  
  Kommentar
  
  Methodenmodul: Grundlagen der Strukturbiochemie
  Hochschule/Fachbereich/Institut: Freie Universität Berlin/Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie/Institut für Chemie und Biochemie
  Modulverantwortliche/r: Dozentinnen oder Dozenten des Moduls
  Zugangsvoraussetzungen: keine
  
  Qualifikationsziele: Die Studentinnen und Studenten lernen Verfahren für die Präparation von biologischen Makromolekülen und für die Strukturanalyse kennen. Sie eignen sich theoretische Grundlagen zu Verfahren der makromolekularen Strukturanalyse an. Die Studentinnen und Studenten können makromolekulare Eigenschaften, die für die Strukturanalyse eine Rolle spielen, beurteilen. Sie können Manuskripte, in denen makromolekulare Strukturen und Strukturanalysen beschrieben werden, kritisch erfassen und die Qualität von makromolekularen Strukturen beurteilen. Inhalte: Herstellung einer Probe eines biologischen Makromoleküls für die Strukturanalyse; Bioinformatische, biochemische oder biophysikalische Charakterisierung eines biologischen Makromoleküls; Durchführung eines oder mehrerer Verfahren zur Strukturanalyse; Strukturbeschreibung und graphische Darstellung von Strukturen; Präsentation strukturbiologischer Experimente und Ergebnisse.
  Inhalt des Seminars:
  - Protein production and characterization
  - Protein crystallization and protein crystals
  - Crystallographic symmetry
  - X-ray diffraction theory
  - The phase problem and phasing strategies
  - Electron density, model building, refinement, validation
  Concluding seminar on 21.06.24
  Prof. Dr. M. Wahl: mwahl@zedat.fu-berlin.de
  Dr. B. Loll: loll@chemie.fu-berlin.de
- 216201b Seminar
  Spezielle Aspekte der Röntgenstrukturanalyse (Oliver Daumke, Bernhard Loll, Gert Weber, Manfred Weiss)
  Zeit: 10.06. -14.06.24 and 17.06.-20.06.24, Mon, Wed, Fri - 9:00 - 11:00 h + concluding seminar on 21.06.2024
  Ort: siehe Zusatzinformationen
  
  Hinweise für Studierende
  
  Teilmodul des Methodenkurses "Grundlagen der Strukturbiochemie"
  
  Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen
  
  In der Zeit vom 10.06. -14.06.24 am HZB/BESSSY und vom 17.06.-20.06.24 am MDC in Buch.
  
  Genaue Termine und Orte (HZB/BESSSY und MDC) auf Anfrage (wird von jeder der beteiligten Gruppen individuell organisiert und richtet sich flexibel nach dem Verlauf der Versuche).
  
  Abschlussseminar am 21.06.2024
  
  Kommentar
  
  Methodenmodul: Grundlagen der Strukturbiochemie
  Hochschule/Fachbereich/Institut: Freie Universität Berlin/Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie/Institut für Chemie und Biochemie
  Modulverantwortliche/r: Dozentinnen oder Dozenten des Moduls
  Zugangsvoraussetzungen: keine
  Qualifikationsziele: Die Studentinnen und Studenten lernen Verfahren für die Präparation von biologischen Makromolekülen und für die Strukturanalyse kennen. Sie eignen sich theoretische Grundlagen zu Verfahren der makromolekularen Strukturanalyse an. Die Studentinnen und Studenten können makromolekulare Eigenschaften, die für die Strukturanalyse eine Rolle spielen, beurteilen. Sie können Manuskripte, in denen makromolekulare Strukturen und Strukturanalysen beschrieben werden, kritisch erfassen und die Qualität von makromolekularen Strukturen beurteilen. Inhalte: Herstellung einer Probe eines biologischen Makromoleküls für die Strukturanalyse; Bioinformatische, biochemische oder biophysikalische Charakterisierung eines biologischen Makromoleküls; Durchführung eines oder mehrerer Verfahren zur Strukturanalyse; Strukturbeschreibung und graphische Darstellung von Strukturen; Präsentation strukturbiologischer Experimente und Ergebnisse.
  Inhalt des Seminars:
  - Synchrotron radiation
  - Linux and vi
  - Data collection strategies
  - Data processing using XDS and XDSAPP
  - Data quality indicators
  - Structure solution
  - Refinement
  - Electron density
  - Model building
  - Structure validation
  Dr. M. Weiss: manfred.weiss@helmholtz-berlin.de
  Prof. Dr. O. Daumke: oliver.daumke@mdc-berlin.de
  Dr. B. Loll: Loll@chemie.fu-berlin.de
- 216201c Laborpraktikum
  Strukturaufklärung von Biomolekülen durch Röntgenkristallographie (Oliver Daumke, Bernhard Loll, Markus Wahl, Gert Weber, Manfred Weiss)
  Zeit: see additional information 27.05.-07.06.24, 10.06.-14.06.-14.06.24 and 17.06.-21.06.24 (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: siehe Zusatzinformationen
  
  Hinweise für Studierende
  
  Teilmodul des Methodenkurses "Grundlagen der Strukturbiochemie"
  
  Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen
  
  Weitere Angaben zum Praktikum:
  
  Teil 1: Wahl, Loll
  Termin: 27.05. - 07.06.24
  Ort: Takustr. 6, 3. OG, AG Wahl Laborräume
  
  Teil 2: Weiss , Weber
  Wichtiger Hinweis: Schwangeren und stillenden Frauen ist aufgrund der Strahlenschutzbestimmungen das Arbeiten am Speicherring (Teil 2) untersagt.
  Termin: 10.06. -14.06.24 , Treffpunkt um 10:00 Uhr beim Pförtner
  Ort: c/o Macromolecular Crystallography, Elektronenspeicherring BESSY II, Albert-Einstein-Str. 15, 12489 Berlin, Adlershof
  
  Teil 3: Daumke
  Termin: 17.06.-20.06.24
  Ort: MDC für Molekulare Medizin, Robert-Rössle-Str. 10. 13125 Berlin (Buch), Seminar: MDC, Haus 31.2, Raum 0211; Praktikum: Haus 31.2, Raum 0248 (AG Daumke)
  
  Abschlussseminar am 21.06.2024
  
  Kommentar
  
  Methodenmodul: Grundlagen der Strukturbiochemie
  Hochschule/Fachbereich/Institut: Freie Universität Berlin/Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie/Institut für Chemie und Biochemie
  Modulverantwortliche/r: Dozentinnen oder Dozenten des Moduls
  Zugangsvoraussetzungen: keine
  Qualifikationsziele: Die Studentinnen und Studenten lernen Verfahren für die Präparation von biologischen Makromolekülen und für die Strukturanalyse kennen. Sie eignen sich theoretische Grundlagen zu Verfahren der makromolekularen Strukturanalyse an. Die Studentinnen und Studenten können makromolekulare Eigenschaften, die für die Strukturanalyse eine Rolle spielen, beurteilen. Sie können Manuskripte, in denen makromolekulare Strukturen und Strukturanalysen beschrieben werden, kritisch erfassen und die Qualität von makromolekularen Strukturen beurteilen. Inhalte: Herstellung einer Probe eines biologischen Makromoleküls für die Strukturanalyse; Bioinformatische, biochemische oder biophysikalische Charakterisierung eines biologischen Makromoleküls; Durchführung eines oder mehrerer Verfahren zur Strukturanalyse; Strukturbeschreibung und graphische Darstellung von Strukturen; Präsentation strukturbiologischer Experimente und Ergebnisse.
  Inhalte des Praktikums:
  - In silico characterization of a target protein
  - Recombinant protein production and purification
  - Limited proteolysis
  - Biochemical and biophysical characterization of target protein (ITC, Thermofluor, CD spectroscopy)
  - Crystallization, crystal harvesting and cryo-protection
  - Derivatization of protein crystals
  - X-ray diffraction data collection at a synchrotron source
  - Data reduction
  - Structure determination (MAD, SIRAS and molecular replacement)
  - Interpretation of electron density maps and model building
  - Refinement and validation
  - Structure analysis and preparation of structure figures
  Prof. Dr. M. Wahl: mwahl@zedat.fu-berlin.de
  Dr. B. Loll: loll@chemie.fu-berlin.de
  
  Dr. M. Weiss: manfred.weiss@helmholtz-berlin.de
  Dr. G. Weber: gert.weber@helmholtz-berlin.de
  
  Prof. Dr. O. Daumke: oliver.daumke@mdc-berlin.de

Methodenmodul: Strukturaufklärung durch NMR-Spektroskopie (5 LP)
0390aB1.2
- 216211a Seminar
  Biologische NMR-Spektroskopie (Sigrid Milles, Hartmut Oschkinat)
  Zeit: Block seminar and practical course S/P : 16.09. - 27.09.2024, Seminar: 9:00 - 10:00 h
  Ort: Leibniz-Institut für Molekulare Pharmakologie (FMP) , Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin, Gebäude 81, EG, großer Seminarraum
  
  Kommentar
  
  Methodenmodul: Strukturaufklärung durch NMR-Spektroskopie
  Hochschule/Fachbereich/Institut: Freie Universität Berlin/Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie/Institut für Chemie und Biochemie
  Modulverantwortliche/r: Dozentinnen oder Dozenten des Moduls
  Zugangsvoraussetzungen: keine
  Qualifikationsziele:Die Studentinnen und Studenten verfügen über ein fundiertes praktisches und theoretisches Wissen im Bereich der NMR- Spektroskopie. Dies beinhaltet die Kenntnis der Gewinnung isotopenmarkierter Proteine und die Grundlagen zur Daten-Aufnahme mehrdimensionaler NMR-Spektren. Ein weiterer Schwerpunkt liegt in der Auswertung und Interpretation dieser Spektren in Bezug auf mechanistische und biologische Aspekte.
  Inhalte: NMR-Spektroskopie, insbesondere die Grundlagen der Lösungs- NMR. Daten-Akquise am Spektrometer. Expression isotopenmarkierter Proteine. Aufzeichnung and Analyse von Proteindynamik und Protein:Protein Interaktionen.
  
  Dr. S. Milles: milles@fmp-berlin.de Prof. Dr. H. Oschkinat: oschkinat@fmp-berlin.de
- 216211b Laborpraktikum
  Biologische NMR-Spektroskopie (Sigrid Milles, Hartmut Oschkinat)
  Zeit: Block seminar and practical course S/P : 16.09. - 27.09.2024, Practical course: 10:00 - 17:00 h (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch, Gebäude 81, großer Seminarraum (Erdgeschoss)
  
  Hinweise für Studierende
  
  Teilnahme an dem gleichnamigen Seminar wird vorausgesetzt! Das NMR Praktikum kann im Extremfall vollständig über das Netz stattfinden.
  
  Kommentar
  
  Methodenmodul: Strukturaufklärung durch NMR-Spektroskopie
  Hochschule/Fachbereich/Institut: Freie Universität Berlin/Fachbereich Biologie, Chemie, Pharmazie/Institut für Chemie und Biochemie
  Modulverantwortliche/r: Dozentinnen oder Dozenten des Moduls
  Zugangsvoraussetzungen: keine
  Qualifikationsziele:
  Die Studentinnen und Studenten verfügen über ein fundiertes praktisches und theoretisches Wissen im Bereich der NMR- Spektroskopie. Dies beinhaltet die Kenntnis der Gewinnung isotopenmarkierter Proteine und die Grundlagen zur Daten-Aufnahme mehrdimensionaler NMR-Spektren. Ein weiterer Schwerpunkt liegt in der Auswertung und Interpretation dieser Spektren in Bezug auf mechanistische und biologische Aspekte.
  Es finden Seminare mit Beiträgen der Studierenden statt.
  
  Dr. S. Milles: milles@fmp-berlin.de Prof. Dr. H. Oschkinat: oschkinat@fmp-berlin.de

Methodenmodul: Spezielle Methoden der Strukturbiochemie (5 LP)
0390aB1.3
- 216202a Seminar
  Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
  Zeit: Block seminar: 24.06. - 05.07.2024; 9:00 h
  Ort: Thielallee 63, Seminarraum Anbau
  
  Hinweise für Studierende
  
  Das Seminar ist Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie" und findet parallel zum Praktikum statt. Das Seminar kann separat als theoretisches Teilmodul im Bereich Strukturbiochemie belegt werden.
  
  Kommentar
  
  Qualifikationsziele: Die Studierenden erhalten einen Überblick über die Möglichkeiten moderner Lichtmikroskopie und ein grundlegendes Verständnis, wie durch Probenpräparation und Imaging quantitative digitale Daten generiert werden können. Sie erhalten einen Einblick in die Grundlagen der computerbasierten Bilddatenanalyse und wie Parameter aus Bilddaten extrahiert werden können. Die Studierenden digitale Bildaten selbst analysieren und grundlegende Fehler in der Mikroskopie und der Bilddatenverarbeitung erkennen und vermeiden. Inhalte: - Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie - Grundlagen der digitalen Mikroskopie - Grundlagen der digitalen Bilddatenanalyse - Spezielle Methoden der Mikroskopie - Einzelmolekülmikroskopie - hochauflösende Mikroskopie - Förster-transfer - maschinelles Lernen in der Bilddatenanalyse Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de
- 216202b Laborpraktikum
  Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
  Zeit: Block course: 24.06. - 05.07.2024; all-day (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: Thielallee 63, Raum 106a (AG Ewers)
  
  Hinweise für Studierende
  
  Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie". Das Seminar ist Bedingung zur Teilnahme am Praktikum.
  
  Kommentar
  
  Qualifikationsziele: Die Studierenden erstellen Proben für die Fluoreszenzmikroskopie und nehmen sie selbst am konfokalen Mikroskop und am Einzelmolekülmikroskop auf. Die Studierendend führen dann unterschiedliche Experimente durch, und werten die erhaltenen Bilddaten dann mittels ImageJ und anderer Software aus. Die Studierenden trainieren ein Deep-learning Modell and analysieren anschliessend damit die erhaltenen Bilddaten aus der hochauflösenden Mikroskopie. Die Studierenden erarbeiten die Möglichkeiten weiterer Mikroskopietechniken aus Literaturrecherche und stellen Techniken vor. Inhalte des Praktikums: • Lebendzellmikroskopie • Bildgebung und Punktspreizfunktion • Background, Noise, Extraktion von quantitativen Daten • Umgang mit Image J • Fluoreszence-Recovery after Photobleaching • Single molecule superresolution microscopy • Bilddatenanalyse mit Hilfe von Deep-Learning Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de
- 216212a Seminar
  Biophysikalische Methoden (Daniel Roderer)
  Zeit: block seminar and practical course S/P: 02.09. - 13.09.24, seminar: 9:00 - 10:00 h, practical course: 10:00 - 17:00 h
  Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch, Gebäude 81, Seminarraum (Erdgeschoss)
  
  Kommentar
  
  Es finden Seminare mit Beiträgen der Studierenden statt.
  
  Inhalte: Einblick in verschiedene Methoden der Protein-Biophysik und Strukturbiologie, unter anderem Kryo-Elektronenmikroskopie, NMR Spektroskopie, Massenspektrometrie und fluoreszenzbasierte Methoden. Seminare und Betreuung der praktischen Versuche durch verschiedene Wissenschaftler des FMP am Campus Berlin Buch. Qualifikationsziele: Die Studierenden verfügen über ein fundiertes theoretisches und praktisches Wissen über verschiedene biophysikalische und strukturbiologische Methoden, deren Anwendung und DatenauswertungDie Seminare beinhalten Beiträge der Studierenden. Teilnehmerinformation: Die Lehrveranstaltung findet bei mindestens 4 Teilnehmer:innen statt. Dr. D. Roderer: Roderer@fmp-berlin.de
- 216212b Laborpraktikum
  Biophysikalische Methoden (Daniel Roderer)
  Zeit: Block seminar and practical course S/P: 02.09. - 13.09.2024, seminar: 9:00 - 10: 00 h, practical course: 10:00 - 17:00 h; (Tombola – The distribution mode has been changed. Please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch, Gebäude 81, Seminarraum (Erdgeschoss)
  
  Hinweise für Studierende
  
  Die Teilnahme an dem gleichnamigen Seminar wird vorausgesetzt!
  
  Kommentar
  
  Inhalte: Einblick in verschiedene Methoden der Protein-Biophysik und Strukturbiologie, unter anderem Kryo-Elektronenmikroskopie, NMR Spektroskopie, Massenspektrometrie und fluoreszenzbasierte Methoden. Seminare und Betreuung der praktischen Versuche durch verschiedene Wissenschaftler des FMP am Campus Berlin Buch. Qualifikationsziele: Die Studierenden verfügen über ein fundiertes theoretisches und praktisches Wissen über verschiedene biophysikalische und strukturbiologische Methoden, deren Anwendung und Datenauswertung. Die Seminare beinhalten Beiträge der Studierenden. Teilnehmerinformation: Die Lehrveranstaltung findet bei mindestens 4 Teilnehmer:innen statt. Dr. D. Roderer: Roderer@fmp-berlin.de
- 216302a Seminar
  Strukturuntersuchungen an supramolekularen Architekturen und Proteinen mit elektronenmikroskopischen Methoden (Kai Ludwig, Tarek Hilal)
  Zeit: Block course 17.06. – 28.06.24 (9:00 - 18:00 h);
  Ort: Fabeckstr. 36a, Raum 205 (Research Center of Electron Microscopy)
  
  Kommentar
  
  Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an forschungsrelevanten Fragen der Strukturaufklärung an synthetischen supramolekularen Architekturen sowie biologischen Makromolekülen und führt insbesondere in die Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM) im Kryobetrieb ein. Im ersten Teil werden Fragen der Präparation, insbesondere der Kryofixierung, Grundlagen zu Aufbau und Funktion der Geräte, zur Bildgebung und -auswertung, zu Prinzipien der digitalen Bildverarbeitung sowie zur Handhabung von Transmissions-Elektronenmikroskopen theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte der modernen Strukturaufklärung mittels Einzelpartikelanalyse und ermöglicht es den Studierenden die Entstehung einer hochaufgelösten 3D-Rekonstruktion einer Proteinstruktur nachzuvollziehen.
  
  Dr. Kai Ludwig: kai.ludwig@fzem.fu-berlin.de
  Dr. Tarek Hilal: tarek.hilal@fzem.fu-berlin.de
- 216302b Laborpraktikum
  Strukturuntersuchungen an supramolekularen Architekturen und Proteinen mit elektronenmikroskopischen Methoden (Kai Ludwig, Tarek Hilal)
  Zeit: Block course 17.06. – 28.06.24 (9:00 - 18:00 h); (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: Fabeckstr. 36a, Raum 205 (Research Center of Electron Microscopy)
  
  Kommentar
  
  Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an forschungsrelevanten Fragen der Strukturaufklärung an synthetischen supramolekularen Architekturen sowie biologischen Makromolekülen und führt insbesondere in die Transmissions-Elektronenmikroskopie (TEM) im Kryobetrieb ein. Im ersten Teil werden Fragen der Präparation, insbesondere der Kryofixierung, Grundlagen zu Aufbau und Funktion der Geräte, zur Bildgebung und -auswertung, zu Prinzipien der digitalen Bildverarbeitung sowie zur Handhabung von Transmissions-Elektronenmikroskopen theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte der modernen Strukturaufklärung mittels Einzelpartikelanalyse und ermöglicht es den Studierenden die Entstehung einer hochaufgelösten 3D-Rekonstruktion einer Proteinstruktur nachzuvollziehen.
  
  Dr. Kai Ludwig: kai.ludwig@fzem.fu-berlin.de
  Dr. Tarek Hilal: tarek.hilal@fzem.fu-berlin.de
- 216461a Seminar
  Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
  Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09. - 20.09.24 Seminar: 9:00h - 10:00 h (practical course: 10:00 - 18:00 h)
  Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
  
  Kommentar
  
  Seminarinhalt:
  - Membranproteine insbesondere verschiedene Klassen von Retinalproteinen und deren Funktionalität
  - Ausgewählte Expressionsysteme für Membranproteine insbesondere der im Kurs verwendeten Modellproteine (Escherichia coli, Pichia pastoris)
  - Biomembranen, Nanodiscs, Lipide, Detergenzien
  - Unterschiedliche Methoden zur zielgerichteten Einführung von Mutationen mittels PCR
  - Proteinreinigsverfahren wie Chromatograhien, selektive Ausfällung, Gradienten- bzw. sequentielle Zentrifugation etc. inklusive praktischer Tipps für den Laboralltag
  - Kristallisation von Membranproteinen
  - Ausgewählte Themen z.B. Membranproteinfaltung, Interaktion von (Membran) Proteinen, blockierte Ribosomen, Antibiotika
  - Forschungsprojekte in der AG Schlesinger
  Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de
- 216461b Laborpraktikum
  Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
  Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09.-20.09.24. This module can only be attended in combination with S/P 216462! (Tombola – The distribution mode has been changed. Please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
  
  Hinweise für Studierende
  
  Achtung: Das S/P kann nur zusammen mit der Lehrveranstaltung von Herrn Prof. Heberle 216462 .besucht werden.
  Die Platzvergabe erfolgt zusammen.
  Interessierte Studierende, ohne offiziellen Platz, können sich per e-mail (r.schlesinger@fu-berlin.de) auf eine Nachrückerliste setzen lassen.
  
  Kommentar
  
  Praktikumsinhalt:
  - Expression zweier Membranproteine im E. coli bzw. P. pastoris system
  - Affinitätschromatographische Reinigung (beinhaltet Zellaufschluss unter Druck, Solubilisierung mittels Detergenzien) und Gelfiltration am Äkta system (Demo)
  - Protein-Analyse mittels UV/Vis-Spektroskopie und SDS-Gelelektrophorese
  - sequenzielle Zentrifugation zur Membranproteinreinigung
  - Zielgerichtete Mutagenese mittels PCR (Megaprimer Methode, QuikChange) und Klonierung in den Expressionswirt P. pastoris (beinhaltet u.a. Restriktion und Ligation von DNA, DNA Präparation, Elektotransformation, Agarose Gelelektrophorese)
  - Membranprotein-Kristallisationsansätze in lipidischer kubischer Phase
  - die hergestellten Membran-Proteine werden im folgenden Kurs 216462 der AG Heberle benutzt
  Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de
- 216602a Seminar
  Molekulare Immunologie (Christian Freund, Jana Sticht)
  Zeit: Block course: 06.05.-17.05.24
  Ort: Thielallee 63, Seminarraum (Anbau)
  
  Hinweise für Studierende
  
  Die Seminare sind auf 4 Studierende zusätzlich zu den 6 Teilnehmenden des Praktikums 216602b limitiert. Anmeldung per Mail bis zum 24. April 2024 an: chfreund@zedat.fu-berlin.de UND sticht@zedat.fu-berlin.de
  
  Kommentar
  
  Inhalt/Content:
- 216602b Laborpraktikum
  Molekulare Immunologie (Christian Freund, Jana Sticht)
  Zeit: block course: 06.05.-17.05.24 (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
  Ort: Thielallee 63, Raum 016/018 und 025/027 (AG Freund)
  
  Kommentar
  
  Content:
  - 216624a Seminar
    Fortgeschrittene Lichtmikroskopie und zellbasierte Analysen in biomedizinischer Forschung und Neurowissenschaften (Katharina Achazi, Marta Maglione)
    Zeit: Block course 03.06.2024 - 07.06.2024 and 17.06.- 21.06.24
    Ort: SupraFAB, Altensteinstr. 23a, 14199 Berlin, Raum wird etwa eine Woche vorher auf Blackboard bekannt gegeben
    
    Hinweise für Studierende
    
    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 4, 9, 10, 15, 17
    
    Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen
    
    Wichtiger Hinweis: Für Schwangere, stillende Frauen und immunsupprimierte Personen ist eine Teilnahme am praktischen Teil des Moduls nicht möglich, da dieser teilweise im S2 Labor stattfindet.
    
    Kommentar
    
    Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an biomedizinischen und neurobiologischen forschungsrelevanten Fragestellungen. Die Veranstaltung führt insbesondere in die fortgeschrittene Lichtmikroskopie und weitere Zell-basierte biochemische und molekularbiologische sowie analytische Methoden ein. Im ersten Teil des Methodenkursen werden die Analyse von Zellen und zellulärer Prozesse sowie Grundlagen zur Kultivierung von Zellen, zum sterilen Arbeiten, zur Präparation von Zellen und Geweben inklusive Fixierungsmethoden, Färbetechniken und Farbstoffen insbesondere Fluoreszenzfarbstoffen sowie zu sicherheitsrelevanten Aspekten beim Umgang mit biologischen Proben theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte verschiedener lichtmikroskopischer Methoden u.a. Fluoreszenz-, Konfokal- und STED Mikroskopie sowie der Bildgebung und -auswertung, der digitalen Bildverarbeitung und Bildanalyse sowie zu Aufbau, Funktion und zur Handhabung der Lichtmikroskope.
    Dr. Katharina Achazi: k.achazi@fu-berlin.de
    Dr. Marta Maglione: m.maglione@fu-berlin.de
    Ort: Altensteinstr. 23a
  - 216624b Laborpraktikum
    Fortgeschrittene Lichtmikroskopie und zellbasierte Analysen in biomedizinischer Forschung und Neurowissenschaften (Katharina Achazi, Marta Maglione)
    Zeit: Block course 03.06.2024 - 07.06.2024 and 17.06. - 21.06.24 (9:00 - 18:00 h); (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: SupraFAB, Altensteinstr. 23a, 14199 Berlin, Raum wird etwa eine Woche vorher auf Blackboard bekannt gegeben
    
    Hinweise für Studierende
    
    Teilnehmerzahl: 4
    
    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 4, 9, 10, 15, 17
    
    Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen
    
    Wichtiger Hinweis: Für Schwangere, stillende Frauen und immunsupprimierte Personen ist eine Teilnahme am praktischen Teil des Moduls nicht möglich, da dieser teilweise im S2 Labor stattfindet.
    
    Kommentar
    
    Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an biomedizinischen und neurobiologischen forschungsrelevanten Fragestellungen. Die Veranstaltung führt insbesondere in die fortgeschrittene Lichtmikroskopie und weitere Zell-basierte biochemische und molekularbiologische sowie analytische Methoden ein. Im ersten Teil des Methodenkursen werden die Analyse von Zellen und zellulärer Prozesse sowie Grundlagen zur Kultivierung von Zellen, zum sterilen Arbeiten, zur Präparation von Zellen und Geweben inklusive Fixierungsmethoden, Färbetechniken und Farbstoffen insbesondere Fluoreszenzfarbstoffen sowie zu sicherheitsrelevanten Aspekten beim Umgang mit biologischen Proben theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte verschiedener lichtmikroskopischer Methoden u.a. Fluoreszenz-, Konfokal- und STED Mikroskopie sowie der Bildgebung und -auswertung, der digitalen Bildverarbeitung und Bildanalyse sowie zu Aufbau, Funktion und zur Handhabung der Lichtmikroskope.
    Dr. Katharina Achazi: k.achazi@fu-berlin.de
    Dr. Marta Maglione: m.maglione@fu-berlin.de
    Ort: Altensteinstr. 23a
- Methodenmodul: Spezielle Methoden der Molekularbiologie (5 LP)
  0390aB2.3
  - 216202a Seminar
    Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
    Zeit: Block seminar: 24.06. - 05.07.2024; 9:00 h
    Ort: Thielallee 63, Seminarraum Anbau
    
    Hinweise für Studierende
    
    Das Seminar ist Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie" und findet parallel zum Praktikum statt. Das Seminar kann separat als theoretisches Teilmodul im Bereich Strukturbiochemie belegt werden.
    
    Kommentar
    
    Qualifikationsziele: Die Studierenden erhalten einen Überblick über die Möglichkeiten moderner Lichtmikroskopie und ein grundlegendes Verständnis, wie durch Probenpräparation und Imaging quantitative digitale Daten generiert werden können. Sie erhalten einen Einblick in die Grundlagen der computerbasierten Bilddatenanalyse und wie Parameter aus Bilddaten extrahiert werden können. Die Studierenden digitale Bildaten selbst analysieren und grundlegende Fehler in der Mikroskopie und der Bilddatenverarbeitung erkennen und vermeiden. Inhalte: - Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie - Grundlagen der digitalen Mikroskopie - Grundlagen der digitalen Bilddatenanalyse - Spezielle Methoden der Mikroskopie - Einzelmolekülmikroskopie - hochauflösende Mikroskopie - Förster-transfer - maschinelles Lernen in der Bilddatenanalyse Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de
  - 216202b Laborpraktikum
    Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
    Zeit: Block course: 24.06. - 05.07.2024; all-day (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Thielallee 63, Raum 106a (AG Ewers)
    
    Hinweise für Studierende
    
    Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie". Das Seminar ist Bedingung zur Teilnahme am Praktikum.
    
    Kommentar
    
    Qualifikationsziele: Die Studierenden erstellen Proben für die Fluoreszenzmikroskopie und nehmen sie selbst am konfokalen Mikroskop und am Einzelmolekülmikroskop auf. Die Studierendend führen dann unterschiedliche Experimente durch, und werten die erhaltenen Bilddaten dann mittels ImageJ und anderer Software aus. Die Studierenden trainieren ein Deep-learning Modell and analysieren anschliessend damit die erhaltenen Bilddaten aus der hochauflösenden Mikroskopie. Die Studierenden erarbeiten die Möglichkeiten weiterer Mikroskopietechniken aus Literaturrecherche und stellen Techniken vor. Inhalte des Praktikums: • Lebendzellmikroskopie • Bildgebung und Punktspreizfunktion • Background, Noise, Extraktion von quantitativen Daten • Umgang mit Image J • Fluoreszence-Recovery after Photobleaching • Single molecule superresolution microscopy • Bilddatenanalyse mit Hilfe von Deep-Learning Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de
  - 216405a Seminar
    Mechanismen der Regulierung des alternativen Spleißens (Florian Heyd, Marco Preußner)
    Zeit: block seminar: 17.06.- 28.06.24; begin: 17.06.24, 9:00 h, The exact schedule will be announced during the first course day.
    Ort: Takustr. 6, Seminarraum 003
    
    Hinweise für Studierende
    
    Das Seminar findet parallel zum Praktikum statt.
    
    Kommentar
    
    Qualifikationsziele:
    Die Studentinnen und Studenten haben ein breites Verständnis über experimentelle Herangehensweisen zur Untersuchung der Regulation von alternativem Spleißen. Sie haben die grundlegenden experimentellen Verfahren zur Identifizierung von cis-wirkenden Elementen und trans-wirkenden Faktoren erlernt, haben durch Überexpression und knockdown eines RNA-bindenden Proteins dessen Rolle in der Regulation eines bestimmten Spleiß-Events gezeigt und (bioinformatische) Methoden kennengelernt, um coregulierte Exons zu identifizieren. Die Studierenden sind nach Abschluss des Moduls in der Lage, aktuelle fachspezifische Literatur kritisch zu beurteilen, offene Fragen zu identifizieren und experimentelle Ansätze zu entwerfen, um diese Fragestellungen zu adressieren.
    Inhalte:
    Transfektion, Kultivierung und Synchronisierung von Säuger-Zellen, RNA-Extraktion, Minigen-Analysen, Quantifizierung von alternativem Spleißen durch (radioaktive) RT-PCR, siRNA-vermittelter knock down, RT-qPCR, Westernblot, Herstellung von Kernextrakten, radioaktiver UV-X-link, gängige bioinformatische Analysen, Grundlagen der Analyse von RNA-Seq Daten
    
    Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de Dr. Marco Preußner: mpreussner@zedat.fu-berlin.de
  - 216405b Laborpraktikum
    Mechanismen der Regulierung des alternativen Spleißens (Florian Heyd, Marco Preußner)
    Zeit: block seminar and practical course: 17.06.- 28.06.24, all day, (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Takustr. 6, Praktikumsraum 001-002
    
    Hinweise für Studierende
    
    Die Teilnahme am Seminar ist Voraussetzung für die Teilnahme am Praktikum.
    
    Kommentar
    
    Qualifikationsziele:
    Die Studentinnen und Studenten haben ein breites Verständnis über experimentelle Herangehensweisen zur Untersuchung der Regulation von alternativem Spleißen. Sie haben die grundlegenden experimentellen Verfahren zur Identifizierung von cis-wirkenden Elementen und trans-wirkenden Faktoren erlernt, haben durch Überexpression und knockdown eines RNA-bindenden Proteins dessen Rolle in der Regulation eines bestimmten Spleiß-Events gezeigt und (bioinformatische) Methoden kennengelernt, um coregulierte Exons zu identifizieren. Die Studierenden sind nach Abschluss des Moduls in der Lage, aktuelle fachspezifische Literatur kritisch zu beurteilen, offene Fragen zu identifizieren und experimentelle Ansätze zu entwerfen, um diese Fragestellungen zu adressieren.
    Inhalte:
    Transfektion, Kultivierung und Synchronisierung von Säuger-Zellen, RNA-Extraktion, Minigen-Analysen, Quantifizierung von alternativem Spleißen durch (radioaktive) RT-PCR, siRNA-vermittelter knock down, RT-qPCR, Westernblot, Herstellung von Kernextrakten, radioaktiver UV-X-link, gängige bioinformatische Analysen, Grundlagen der Analyse von RNA-Seq Daten
    
    Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de Dr. Marco Preußner: mpreussner@zedat.fu-berlin.de
  - 216406a Seminar
    Gene Editing mit CRISPR/Cas9 für Zellbiologie (Francesca Bottanelli)
    Zeit: block course 17.06. - 28.06.24; 09:00-10:00 h The exact schedule will be announced during the seminar.
    Ort: Thielallee 63, Raum 321 (AG Bottanelli)
    
    Hinweise für Studierende
    
    Das Seminar ist auf 10 Studierende limitiert. Anmeldungen per Mail bis zum 15.05.2024 an: bottanelli@zedat.fu-berlin.de
    
    Kommentar
    
    Content:
    The students will learn:
    • How to use bio-informatic tools for CRISPR/Cas9 technology
    • How to clone all the required plasmids for the insertion of tags into the genomic locus of genes of interest
    • How to culture and transfect human cell culture models
    
    Prof. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de
  - 216406b Laborpraktikum
    Gene Editing mit CRISPR/Cas9 für Zellbiologie (Francesca Bottanelli)
    Zeit: block course 17.06. - 28.06.2024; 09:00 h, all day (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Thielallee 63, Rauminformation auf Blackboard (AG Bottanelli)
    
    Kommentar
    
    Content:
    The students will learn:
    • How to use bio-informatic tools for CRISPR/Cas9 technology
    • How to clone all the required plasmids for the insertion of tags into the genomic locus of genes of interest
    • How to culture and transfect human cell culture models
    
    Prof. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de
  - 216461a Seminar
    Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
    Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09. - 20.09.24 Seminar: 9:00h - 10:00 h (practical course: 10:00 - 18:00 h)
    Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
    
    Kommentar
    
    Seminarinhalt:
    - Membranproteine insbesondere verschiedene Klassen von Retinalproteinen und deren Funktionalität
    - Ausgewählte Expressionsysteme für Membranproteine insbesondere der im Kurs verwendeten Modellproteine (Escherichia coli, Pichia pastoris)
    - Biomembranen, Nanodiscs, Lipide, Detergenzien
    - Unterschiedliche Methoden zur zielgerichteten Einführung von Mutationen mittels PCR
    - Proteinreinigsverfahren wie Chromatograhien, selektive Ausfällung, Gradienten- bzw. sequentielle Zentrifugation etc. inklusive praktischer Tipps für den Laboralltag
    - Kristallisation von Membranproteinen
    - Ausgewählte Themen z.B. Membranproteinfaltung, Interaktion von (Membran) Proteinen, blockierte Ribosomen, Antibiotika
    - Forschungsprojekte in der AG Schlesinger
    Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de
  - 216461b Laborpraktikum
    Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
    Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09.-20.09.24. This module can only be attended in combination with S/P 216462! (Tombola – The distribution mode has been changed. Please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
    
    Hinweise für Studierende
    
    Achtung: Das S/P kann nur zusammen mit der Lehrveranstaltung von Herrn Prof. Heberle 216462 .besucht werden.
    Die Platzvergabe erfolgt zusammen.
    Interessierte Studierende, ohne offiziellen Platz, können sich per e-mail (r.schlesinger@fu-berlin.de) auf eine Nachrückerliste setzen lassen.
    
    Kommentar
    
    Praktikumsinhalt:
    - Expression zweier Membranproteine im E. coli bzw. P. pastoris system
    - Affinitätschromatographische Reinigung (beinhaltet Zellaufschluss unter Druck, Solubilisierung mittels Detergenzien) und Gelfiltration am Äkta system (Demo)
    - Protein-Analyse mittels UV/Vis-Spektroskopie und SDS-Gelelektrophorese
    - sequenzielle Zentrifugation zur Membranproteinreinigung
    - Zielgerichtete Mutagenese mittels PCR (Megaprimer Methode, QuikChange) und Klonierung in den Expressionswirt P. pastoris (beinhaltet u.a. Restriktion und Ligation von DNA, DNA Präparation, Elektotransformation, Agarose Gelelektrophorese)
    - Membranprotein-Kristallisationsansätze in lipidischer kubischer Phase
    - die hergestellten Membran-Proteine werden im folgenden Kurs 216462 der AG Heberle benutzt
    Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de
  - 216612a Seminar
    Chemische Biologie: Proteinsynthese, Labeling und Funktion (Christian Hackenberger)
    Zeit: block course 22.04.- 03.05.24, seminars will take place during the practical course 216612b. First date: 22.04.24, 9:00 Uhr
    Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch, Raum A3.16
    
    Kommentar
    
    Methodenmodul: Spezielle Methoden der molekularen Biomedizin
    
    Method course: Special aspects of molecular biomedicine
    
    Content:
    - Posttranslational Modifications
    - Protein Chemistry: Ligation and Modification
    - Protein Expression (natural and unnatural)
    - Chemoselective and Biorthogonal Reactions
    - Metabolic Oligosaccharide Engineering
    - Protein Labeling
    - Antibody Modification
    - Targeted Drug Delivery
    - Intraceulllar delivery and targeting
    Prof. Dr. Hackenberger: hackenbe@fmp-berlin.de
  - 216612b Laborpraktikum
    Chemische Biologie: Proteinsynthese, Labeling und Funktion (Christian Hackenberger)
    Zeit: practical course: 22.04. - 03.05.24 (all day) First date: 22.04.24, 9:00 Uhr, room A3.16 (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch
    
    Kommentar
    
    Methodenmodul: Spezielle Methoden der molekularen Biomedizin
    
    Method course: special aspects of molecular biomedicine
    
    Content:
    - Recombinant Protein Expression (natural and amber suppression)
    - Protein Ligation and Labeling
    - Peptide Synthesis
    - Cell uptake and Cell Microscopy
    - Proteomic Analysis (MS/MS)
    - Antibody Modification
    - Western Blot Analysis
    Prof. Dr. Hackenberger: hackenbe@fmp-berlin.de
  - 216621a Seminar
    In vivo Analyse des muskuloskeletalen Systems (Sigmar Stricker)
    Zeit: 03.06. - 14.06.24, (The exact schedule will be announced during the first course day.)
    Ort: Thieallee 63, Raum 121 (AG Stricker)
    
    Hinweise für Studierende
    
    Empfehlung Es wird empfohlen vor Belegung des Methodenmoduls das Modul 216701 a, b "Introduction to developmental biology" zu absolvieren Die Teilnahme am Seminar ist Voraussetzung für die Teilnahme am Praktikum.
    
    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 14, 15
    
    Kommentar
    
    Inhalt/Content:
    
    Development of the musculoskeletal system
    
    Animal models in developmental biology
    
    Cellular communication during musculoskeletal development
    
    Signaling pathways in musculoskeletal development
    
    Metabolism in muscle development and maintenance
    
    Control of gene expression during development
    
    Genome-wide strategies to analyze gene expression, transcription factor binding, epigenetic signatures (RNA-Seq, ChIP-Seq)
    
    Prof. Dr. S. Stricker: sigmar.stricker@fu-berlin.de

Freie Universität Berlin

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Biochemie

Masterstudiengang Biochemie (Studienordnung 2012)

Grundmodul: Einführung in die fortgeschrittene Biochemie (10 LP)

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Methodenmodul: Grundlagen der Strukturbiochemie (10 LP)

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Hinweise für Studierende

Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen

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Hinweise für Studierende

Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen

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Methodenmodul: Strukturaufklärung durch NMR-Spektroskopie (5 LP)

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Methodenmodul: Spezielle Methoden der Strukturbiochemie (5 LP)

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Methodenmodul: Spezielle Methoden der Molekularbiologie (5 LP)

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Methodenmodul: Membranbiochemie (5 LP)

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